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鸭瘟病毒感染对鸭肠道菌群结构的改变研究

时间:2020-05-21 16:14作者:蒲翠敏
本文导读:这是一篇关于鸭瘟病毒感染对鸭肠道菌群结构的改变研究的文章,鸭瘟病毒(Duck plague virus,DPV)又称鸭肠炎病毒(Duck enteritis virus,DEV),可引起鸭、鹅以及雁形目禽类发生一种急性败血性高度接触性传染病(即鸭病毒性肠炎,DEV),是目前严重威胁养鸭业发展的重要病原之一。
  中文摘要
  
  鸭瘟病毒(Duck plague virus,DPV)又称鸭肠炎病毒(Duck enteritis virus,DEV),可引起鸭、鹅以及雁形目禽类发生一种急性败血性高度接触性传染病(即鸭病毒性肠炎,DEV),是目前严重威胁养鸭业发展的重要病原之一。目前,国内外学者对DPV开展多方面深入研究,但主要集中在病毒形态结构、侵染过程及分子检测等方面,很少涉及到病毒感染与肠道菌群相关性研究,而肠道菌群作为诱导动物肠道黏膜免疫应答的重要组成部分,对维护和保障动物健康具有十分重要的作用。为此,本研究采用先进IlluminaHiseq 2500高通量测序技术开展DPV感染对鸭肠道菌群结构影响分析,以期为DPV感染的预防与控制提供科学依据。

鸭瘟病毒感染对鸭肠道菌群结构的改变研究
  
  选取35日龄健康樱桃谷鸭,随机分成2组即对照组和感染组;感染组鸭腿部肌注0.1m L DPV-GZ株病毒液,于接种后24h、48h、72h、96h和120h时捕杀,5只/(组※时间段),正常组肌注灭菌生理盐水,于接种后24h时捕杀,采集肝脏、脾脏、脑和肠内容物样本,提取病毒DNA,采用DPV-NP基因荧光定量PCR方法检测病毒含量;同时采集上述时间段实验鸭肠内容物,送至广州基迪奥生物科技有限公司进行16S r DNAV3~V4高变区高通量测序,采用生物信息学软件进行分析,获得的主要研究结果如下:
  
  1.DPV感染鸭肠道细菌群落结构变化:DPV感染后24h即可在鸭肝脏和脾脏中检测到DPV,到48h鸭各个组织均可检出;经Alpha指数分析显示,随着DPV感染时间延长即病毒含量增加,鸭肠道细菌群落的丰度和多样性指数(Chao1、ACE、Shannon和Simpson)呈现先上升后下降趋势;经菌群结构差异显着性分析显示,感染组鸭肠道菌群结构在感染24h时与正常组的差异无显着性,在感染48h和72h时呈差异显着,在感染96h和120h时呈差异极显着。这说明DPV感染可导致鸭肠道菌群结构改变。
  
  2.DPV感染鸭肠道细菌群落丰度变化:经细菌种别分析显示,DPV感染对鸭肠道的菌落相对丰度产生一定的影响,其中:在门水平上,厚壁菌门为先升高后下降,梭杆菌门和拟杆菌门升高,变形菌门下降;在纲水平上,梭菌纲呈先升高后下降,拟杆菌纲和梭杆菌纲升高,丙型变形菌纲、丹毒丝菌纲和芽孢杆纲下降;在目水平上,梭菌目和月牙单胞菌呈先升高后下降,拟杆菌目和梭杆菌目升高,肠杆菌目、丹毒丝菌目和乳杆菌目下降;在科水平上,拟杆菌科、梭杆菌科和瘤胃菌科升高,消化链球菌科和理研菌科先升高后下降,肠杆菌科和丹毒丝菌科下降;在属水平上,梭杆菌属和拟杆菌属升高,大肠杆菌志贺菌亚属和分节丝状菌属下降,另枝菌属、巨单胞菌属、Turicibacter和粪杆菌属先升高后下降;在种水平上,产气荚膜梭菌和死亡梭杆菌升高。
  
  3.DPV感染鸭肠道主要差异细菌群落:经LEFse分析显示,主要差异细菌群落为:变形菌门 、丙型变形菌纲、肠杆菌目、肠杆菌科和大肠杆菌志贺菌亚属,芽孢杆菌纲、乳杆菌目;梭杆菌门、梭杆菌纲、梭杆菌目、梭杆菌科、梭杆菌属,弯曲菌目、弯曲菌科、弓形杆菌属,产气荚膜梭菌。
  
  综上所述,DPV感染可导致鸭肠道菌群结构发生改变,且感染时间延长,鸭肠道菌群差异越显着。这些研究结果提示,可通过维持和稳定鸭肠道菌群结构,来预防和控制鸭瘟病程的发生与发展。
  
  关键词: DPV;肠道菌群结构;16S r DNA;高通量测序;鸭。
  
  Abstract
  
  Duck plague virus (DPV), also known as duck enteritis virus (DEV), can cause an acute septic hyperemic infection (ie, duck viral enteritis) in ducks, geese, and geese. DEV) is one of the important pathogens that seriously threaten the development of the duck industry.At present, domestic and foreign scholars have carried out in-depth research on DPV, but mainly focused on the morphological structure, infection process and molecular detection of viruses,and rarely related to the study of the relationship between viral infection and intestinal flora,and intestinal flora. As an important part of inducing intestinal mucosal immune response in animals, it plays an important role in maintaining and ensuring animal health.To this end, this study used advanced Illumina Hiseq 2500 high-throughput sequencing technology to analyze the impact of DPV infection on the intestinal flora of ducks, in order to provide a scientific basis for the prevention and control of DPV infection.
  
  The 35-day-old healthy Cherry Valley ducks were randomly divided into two groups, the control group and the infection group. The infected group was intramuscularly injected with0.1 m L of DPV-GZ strain virus solution, and killed at 24h, 48h, 72h, 96h and 120h after inoculation. 5 rats/(group time period), normal group intramuscularly sterilized saline,killed at 24h after inoculation, collected samples of liver, spleen, brain and intestine contents,extracted viral DNA, and quantified by DPV-NP gene PCR method for detecting virus content;At the same time, the contents of the experimental duck intestine were collected and,Sended to Guangzhou GENE DENOVO for high-throughput sequencing of 16S r DNAV3~V4 hypervariable region. The bioinformatics software was used for analysis. The main results obtained are as follows:
  
  1. Changes in bacterial community structure of ducks infected with DPV:DEV was detected in duck liver and spleen 24 hours after DPV infection, and all tissues of ducks couldbe detected by 48h. Alpha index analysis showed that with the increase of DPV infection time,the virus content increased, and the intestinal flora of ducks was abundant. The degree and diversity index (Chao1, ACE, Shannon, and Simpson) showed a rising and then decreasing trend;According to the significant difference analysis of the flora structure, the intestinal flora of the infected group was not significantly different from the normal group at 24h after infection, and was significantly different at 48h and 72h, and was different at 96h and 120h after infection. Significant. This suggests that DPV infection can lead to structural changes in the gut flora of ducks.
  
  2. Bacterial abundance changes in duck gut infected with DPV:Analysis by bacterial species showed that DPV infection had a certain effect on the relative abundance of coloniesin duck intestines.Among them: at the level of the phylum, Firmicutes first increased and then decreased, Fusobacteria and Bacteroidetes increased, and Proteobacteria decreased;at the level of the class, Clostridia increased first and then decreased, and Bacteroidia and Fusobacteriia increased, and Gammaproteobacteria, Erysipelotrichia and Bacilli decreased;at the level of the order, Clostridiales and Selenomonadales first increased and then decreased,Bacteroidales and Fusobacteriales increased, Enterobacteriales, Selenomonadales and Lactobacillales were decreased;at the level of the family, Bacteroidaceae, Fusobacteriaceae and Ruminococcaceae increased, Peptostreptococcaceae and Rikenellaceae first increased and then decreased, Enterobacteriaceae and Erysipelotrichaceae are decreased;at the level of the genus, Fusobacterium and Bacteroides increased, Escherichia - Shigella and Candidatus_Arthromitus are decreased, Alistipes, Megamonas,Turicibacter and Faecalibacterium first increased and then decreased;at the level of the Species,Clostridium_perfringens and Fusobacterium_mortiferum increased.
  
  3. DPV-infected duck intestinal major difference bacterial community:According to LEFse analysis, the main differential bacterial communities are:Proteobacteria,Gammaprote-obacteria,Enterobacteriales,Enterobacteriaceae,EscherichiaShigella,Bacilli,Lactobacillales;Fusobacteria,Clostridia,Fusobacteriales,Fusobacteriaceae,Fusobacterium,Campylobacterale-s,Campylobacteraceae,Arcobacter,Clostridium_perfringens.
  
  In summary, DPV infection can lead to changes in the structure of the intestinal flora of the duck, and the infection time is prolonged, and the difference in the intestinal flora of the duck is more significant. These findings suggest that the development and progression of the DP course can be prevented and controlled by maintaining and stabilizing the structure of the duck gut flora.
  
  Key words:   DPV; intestinal flora structure; 16S r DNA; high-throughput sequencing; duck。
  
  肠道菌群检测方法的概述
  
  肠道菌群与宿主共代谢、共进化,形成互惠共利的复杂关系。肠道菌群能为机体提供营养和能量、调节免疫、颉颃病原微生物、参与代谢,甚至能影响宿主的行为(ley,et al.,2006;Bensonet al.,2010),对肠道稳态的维持和机体健康至关重要。病原微生物通过干扰宿主的免疫反应等途径营造出有利于自身定植的环境,增强致病性,继而感染更多的易感动物,且病原微生物导致机体免疫抑制,使机体对病原微生物的易感性升高。宿主和肠道菌群间的平衡关系被打乱后,机体通过重新调整平衡最终达到康复或转为慢性病原携带者。如果被打乱的稳态没有及时恢复,那么病原微生物将营造出有利于继发感染的环境,进一步加重病情,最后导致死亡。为了更深层次地了解肠道菌群及其作用机制,需要对肠道菌群结构开展研究,以下对肠道菌群检出方法进行概述。
  
  1  肠道菌群检测方法。
  
  1.1  传统分离培养法。

  
  基于分离培养的传统菌群检测方法,是19世纪德国细菌学家柯赫用发现的固体培养基对微生物进行了分离培养而开始的。该方法是通过使用各种选择性培养基对细菌进行培养,并将所培养得到的各种细菌根据染色形态、生化反应及血清学实验等方法对细菌进行系统的鉴定,同时还可以通过计算倍比稀释后培养基上的生长的菌落数量对活菌数量进行测定(窦会娟等,2014)。细菌的分离培养方法可以通过选择适合于需要分离微生物的生长条件,制造只适合某种微生物生长,而能够抑制其他微生物生长的环境,从而淘汰掉我们不需要的微生物。而且微生物在固体培养基上生长形成的单个菌落,可通过挑取纯培养得到单一的纯培养菌株。对于这种在环境中分离培养得到的纯培养菌株,通过分离培养的方法有助于全面、完整地研究该纯培养菌株的功能及其对不同生长条件下的生理活性。所以分离培养法依然被许多进行肠道菌群的研究者采用。例如陈琛等(2011)研究了中草药对小鼠肠道的影响,在研究中采用分离培养结合生理生化鉴定的的方法鉴定出了小鼠肠道菌群中的肠球菌、肠杆菌、双歧杆菌和乳杆菌。李建婷等(2012)采用选择性培养基分离培养细菌,对王氏保赤丸造成小鼠肠道菌群的影响进行了研究。
  
  以上介绍了分离培养法检测菌群的优势,但该方法也存在很多的局限性。首先,动物肠道菌群结构十分复杂,我们难以采用一种或者几种培养基就能将肠道中复杂多种细菌分离培养出来,因此肠道中绝大多数的细菌都是不能通过分离培养的方法检测出来的。其次,由于培养基使用的不同可能会导致细菌培养结果的存在一定差异。再则,由于分离培养的方法敏感性较低,可能漏检一些低丰度细菌,或因微生物在培养基中分布不均,成丛生长无法进行区分,漏检从而低估肠道菌群真正数量。最后,细菌的分离通常需要花费1~3天,费时费力,且成本高(朱义芳等,2011)。所以,对于像肠道微生态这样微生物种类、数量巨大的环境,基于分离培养的传统菌群检测法只能对部分菌群进行分析,并不能够全面,也不能反映肠道微生态系与疾病发生发展的关系,分析的结果与结论存在一定局限性(谭莉莎等,2010)。
  
  1.2  传统分子生物学技术。
  
  肠道菌总量约为1014,有90%以上是严格厌氧菌(胡咏等,2011)。它们对氧和其他生长所需条件的严格,使得传统上靠分离培养的研究方法对肠道菌群进行分析存在有很大的局限性(赵春苗,2012)。近年来,随着分子生物学技术的发展,一些基于对微生物遗传物质对微生物进行分类鉴定的分子生物学方法取得很大的研究进展,这些分子生物学方法在微生物的分类鉴定以及微生物生态学中发挥越来越大的作用。下面介绍一些常用的生物学技术:
  
  1.2.1  变性梯度凝胶电泳(DGGE)技术。
  
  变性梯度凝胶电泳(Denaturing gradient gel electrophoresis,DGGE)技术是由Fischer和Lerman于1979年最先提出用于检测DNA突变的一种电泳技术(Muyzer,et al.,1998)。Muzyer等(1993)首次将DGGE技术应用于微生物生态学研究。该技术的原理是使用一对特异性引物,用PCR方法扩增微生物自然群体的16S r RNA基因,产生的长度相同但序列有异的DNA片段的混合物,然后用DGGE将产物混合物进行分离。
  
  DGGE将产物进行分离是基于序列不同的DNA片段在聚丙烯酰胺凝胶中解链温度的不同,从而通过梯度变性胶将DNA片段分离开。将PCR扩增得到的等长双链DNA片段在变性凝胶中进行电泳时,其解链的速度和程度与其序列组成密切相关,其解链所需的变性剂浓度取决于碱基对组成的差异,当某一双链DNA序列迁移到变性凝胶的一定位置,并达到其解链温度时,则开始部分解链,这时解链的DNA片段在凝胶中的迁移速度就会大大的降低,当迁移时的阻力与电场力平衡时,具有不同序列的DNA片段便滞留在凝胶的不同位置上,形成相互分开的条带图谱。在变性剂梯度、电泳时间和电压等条件恰当的情况下,DGGE技术可检测到仅有1个碱基差异的DNA片段(Myers,et al.,1985)。
  
  DGGE技术基本流程:(1)核酸提取:提取样品中细菌的DNA。(2)提取DNA的PCR扩增:细菌16S r DNA由可变区和保守区组成保守区序列在所有细菌菌种中高度一致,而可变区序列则因菌种的不同而有所不同,可变区存在于保守区之间,通常我们会利用16S r DNA这一特点,在保守区设计引物,则能够扩增所有细菌16s r DNA相应的可变区片段,再通PCR-DGGE将过不同细菌的扩增产物分开,显示出菌群的多样性(Concetta,et al.,2011)。在PCR-DGGE进行扩增时,为了防止DNA片段被完全解链,常在其中一个引物的5端加一段“GC夹”,经扩增后,富含“GC夹”的核苷酸序列便附加到双链的一端,形成一个人工高温解链区,起到调节目的序列的解链行为的作用。(3)染色:核酸电泳后需进行染色才能呈现出肉眼可见的指纹图谱,常用染色方法有银染法,该方法是通过银离子(Ag+)与核酸结合成稳定的复合物,再使用还原剂如甲醛使银离子还原成银颗粒,可把核酸电泳带染成黑褐色(Akkermans,et al.,1997)。银染失败还可用10%~15%的硝酸溶液清除颜色,进行重新染色。此外,近年来一些新一代荧光核酸凝胶染料如:SYBR Gold、SYBR GreenⅠ和SYBR GreenⅡ等(Rosado,et al.,1997),因这些染料致突变性比较低,并且灵敏度高,染色背景极低,能更好的观察电泳条带,所以在DGGE染色中得到了广泛的应用。(4)DGGE图谱分析PCR产物:经过染色获得DGGE图谱之后,需要对图谱中条带的核酸序列进行分析解释,阐述样品间的关系。一般我们可分别通过电泳条带的数目与密度,区分细菌种类的多少和细菌的构成比例。而为了获得更详细与准确的信息,常建立细菌16S r DNA文库或将条带切割下来进行测序,能够进行细菌系统发生发育及同源性分析(冯佩英等,2008)。
  
  因DGGE技术不需要对微生物进行分离培养,可直接从所研究的样品中提取总DNA进行后续分析,所以该方法可以检出一些难以或不能培养的微生物,从而发现一些新的微生物种类;并且该方法还可以同时检测多种微生物,在DGGE的凝胶上至少可以区分出10条清晰可辩的条带,而且每个条带可能是不同种类的微生物。所以,该技术在肠道菌群结构研究中得到广泛的应用。同时我们也可以将DGGE技术可以与杂交技术、测序技术、发酵产物分析等结合起来(Cocolin,et al.,2001),能够更加全面的认识微生态的组成、优势菌群等。徐茂文等(2015)采用PCR-DGGE方法不同日龄倒毛鸡消化道菌群结构进行分析,检测到变形菌门、厚壁菌门、拟杆菌门和鞭毛菌亚门等7个门,乳杆菌属、优杆菌属和葡萄球菌属等25个菌属。李杨等(2017)采用聚PCR-DGGE技术结合主成分分析(PCA)和聚类分析检测小熊猫胃肠道菌群结构及多样性。主要检测到厚壁菌门、拟杆菌门、变形菌门和疣微菌门,其中厚壁菌门为优势菌群;小熊猫胃肠道菌群多样性按照胃肠道由前至后的顺序呈现高、低、高的趋势。
  
  DGGE技术为肠道菌群结构的研究提供了有力的工具,但也存在一定的局限性。首先,该技术的检测率有限,Muyzer(1993)研究结果表明,DGGE技术检测到细菌的数量只有菌群总数的1%以上。其次,只能分离较小的片段,片段长度超过1000bp,就可能分离不出。此外,DGGE技术无法确定分离的DNA片段在何位置发生突变,也不能确定所分离的DNA属于何种微生物,最后需要借助DNA测序分析(尹永志等,2010)。
  
  1.2.2  荧光原位杂交(FISH)技术。
  
  荧光原位杂交技术是20世纪80年代在核酸分子杂交基础上发展起来的一门技术。1969年,Gall和Pardue等首次将同位素探针用于原位杂交实验,获得成功。1987年,染色体原位抑制杂交法的创建,推动了FISH技术的迅速发展。随后,Cremer等用生物素、汞和氨基乙酰荧光素等非放射性物质标记探针,创立了双色FISH技术。1990年,Nederlof等用3种荧光素成功探测出了3种以上的靶位DNA序列,宣告了多色FISH技术的问世。FISH技术是一种应用非放射性荧光物质依靠核酸探针杂交原理在核中或染色体上显示DNA序列位置的方法(马莉贞,2001)。该方法的基本原理是:如果被检测的染色体或DNA纤维切片上的靶DNA与所用的核酸探针是同源互补的,二者经变性-退火-复性,即可形成靶DNA与核酸探针的杂交体。将核酸探针的某一种核苷酸标记上报告分子(如地高辛、生物素),然后利用报告分子与荧光素标记的特异亲和素之间的免疫化学反应,经荧光检测体系在镜下对待测DNA进行定性、定量或相对定位分析(何世斌等,2014)。
  
  荧光原位杂交技术基本流程:(1)探针选择:常用的探针有染色体特异性的重复DNA序列探针和基因组DNA文库中分离出来的全长染色体探针,前者定位于染色体的着丝粒或端粒,主要用于快速检测染色体单体和三倍体。后者主要用于染色体的异位或畸变。(2)探针标记:探针标记有直接标记法和间接标记法。直接标记法是将荧光物直接标记核苷酸上。间接标记方法是先在DNA探针上接半抗原物,镜检时再用能与半抗原特异结合的蛋白质进行检测。(3)变性和杂交:杂交前首先双链探针DNA和染色体DNA进行变性,变性温度和时间随着探针类型而变化。杂交在染色体制片上进行,杂交液浓度、p H值和杂交温度等随着探针DNA和染色体DNA最适退火条件而变化。(4)显色和检测:检测方法也有直接和间接之分,如果探针用直接方法标记的可直接在荧光显微镜下观察,如果探针用间接方法标记的必须通过间接免疫荧光法进行检测(王全喜,2005)。
  
  荧光原位杂交技术相对其他技术的优点在于该技术不需要对微生物进行分离培养,也不需要像DGGE技术提取核酸进行PCR扩增,该技术能够定量和自动化,可以描述微生物的形态特征、丰度以及在样品上的空间分布和动态;荧光试剂和探针使用起来经济安全,使用探针十分稳定,一次标记后可在两年内使用;荧光原位杂交技术实验周期短、能迅速得到结果、特异性好且定位准确。目前,研究者已经设计出许多不同细菌的特异性探针如:肠杆菌(Enter1432探针)、双歧杆菌(Bif164探针)、肠球菌(ENF191探针)、乳酸菌(Lacb722探针)等。
  
  Matsuki等(2004)应用FISH技术对6名健康志愿者肠道内的6大优势菌群进行了研究,结果显示球形梭菌(Clostridia coccoides)、柔嫩梭菌(Clostridialeptum)、脆弱拟杆菌(Bacteroides fragilis group)、双歧杆菌属(Bifidobacterium)、奇异菌属(Atopobiumcluster)和 普 氏 菌 属(Prevotella)的 含 量 为 分 别 为10.4 log CFU/g、10.1log CFU/g、10.7 log CFU/g、9.8 log CFU/g、9.9 log CFU/g和10.1 log CFU/g。刘雪姬等(2011)应用传统培养法和FISH技术对高脂饮食对小鼠肠道微生物菌群结进行分析,FISH技术检测得到菌群的数量明显高于传统的分离培养法,高脂组小鼠肠道中乳酸杆菌、双歧杆菌及肠球菌的数量显着降低,与正常对照组相比差异极显着。
  
  FISH技术仍然存在一些不足 :(1) FISH技术只能面向已知序列的微生物进行研究且微生物分类水平只能鉴定到门、纲的分类级别。(2 )细菌普遍存在自发荧光现象且灵敏度较低,容易导致检测结果假阳性。所以,要想使FISH技术达到更好的效果,还需要将该技术与其他分子生物学技术结合使用。
  
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  1.3  新一代分子生物学技术
  1.3.1  Roche 454测序技术
  1.3.2  llumnina HSeq平台测序技术
  
  2  研究目的与意义
  
  实验研究
  
  1  材料

  
  1.1  实验动物
  1.2  实验毒株
  1.3  主要试剂
  1.4  主要仪器
  
  2  方法
  
  2.1  DPV人工感染及样品采集
  2.2  感染鸭不同组织DPV含量检测
  2.2.1  病毒DNA提取
  2.2.2  病毒qPCR检测分析
  2.3  DPV感染鸭肠道菌群16S rDNA测序
  2.3.1  肠内容物DNA提取
  2.3.2  鸭肠道菌群16S rDNA扩增及文库构建
  2.3.3  文库定量及测序
  2.4  DPV感染鸭肠道菌群测序数据处理分析
  2.4.1  测序数据质量控制和序列拼接
  2.4.2  肠道菌群OTU聚类分析
  2.4.3  肠道菌群多样性分析
  2.4.3.1  Alpha多样性分析
  2.4.3.2  Beta多样性分析
  2.4.4  肠道菌群物种分类分析
  
  3  结果
  
  3.1  感染鸭不同组织DPV含量检测结果
  3.2  DPV感染鸭肠道菌群16SrDNA扩增结果
  3.3  DPV感染鸭肠道菌群测序数据质量控制
  3.4  DPV感染鸭肠道菌群OTU分析
  3.4.1  肠道菌群OTU聚类
  3.4.2  肠道菌群OTU比较分析
  3.5  DPV感染鸭肠道菌群多样性分析
  3.5.1  肠道菌群Alpha多样性分析
  3.5.1.1  肠道菌群物种稀疏曲线与shannon曲线分析
  3.5.1.2  肠道菌群Alpha指数统计分析
  3.5.2  肠道菌群Beta多样性分析
  3.5.2.1  肠道菌群Beta多样指数分析
  3.5.2.2  肠道菌群样本Anosim分析
  3.6  DPV感染鸭肠道菌群物种分类分
  3.6.1  肠道菌群不同分类水平的变化分析
  3.6.1.1  肠道菌群门水平的变化分析
  3.6.1.2  肠道菌群纲水平的变化分析
  3.6.1.3  肠道菌群目水平的变化分析
  3.6.1.4  肠道菌群科水平的变化分析
  3.6.1.5  肠道菌群属水平的变化分析
  3.6.1.6  肠道菌群种水平的变化分析
  3.6.2  肠道菌群总体水平物种差异分析
  
  4  讨论
  
  4.1  鸭肠道菌群多样性对比分析
  4.2  DPV感染鸭肠道菌群结构变化分析
  4.3  肠道菌群高通量测序方法的评价

  全文结论

  1.DPV感染可导致鸭肠道菌群结构改变,且随着感染时间延长即病毒含量增加,鸭肠道菌群结构改变程度越大。

  2.DPV感染对鸭肠道细菌群落丰度产生不同程度的影响,特别是梭杆菌科细菌含量上升,而肠杆菌科细菌下降。这些结果对探究DPV感染导致肠炎发生发展的机制提供了新的线索。

  3.DPV感染鸭肠道主要差异细菌群落:产气荚膜梭菌,提示该菌可能与DPV感染导致肠炎发生有关。

  参考文献

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